Identificação do Material

• A identificação do material a ser enviado ao laboratório é essencial para a agilidade da rotina laboratorial e rapidez na entrega dos laudos.
• Os frascos devem conter o nome do paciente e do Médico Veterinário solicitante.
• A requisição deve ser preenchida com letra legível e nela devem constar os dados completos dos animais (nome, raça, sexo, idade).
• De preferência acrescentar suspeita clínica, medicamentos utilizados e se o animal está ou não em jejum.

Fatores que interferem nos resultados dos exames:

• Garroteamento prolongado, provocando hemólise e agregação plaquetária
• Stress do animal
• Volume inadequado de amostra
• Conservantes (físico e químicos) inadequados para o exame solicitado
• Medicação administrada
• Contaminação da amostra
• Alimentação do animal antes da colheita, provocando lipemia
• Temperatura inadequada de armazenamento da amostra

ALTERAÇÕES CAUSADAS PELA HEMÓLISE E LIPEMIA NA HEMATOLOGIA

Tanto a hemólise quanto a lipemia alteram os resultados laboratoriais de diferentes formas. Por esse motivo boas práticas na coleta e jejum são de extrema importância para um resultado fidedigno e confiável.

Alterações nos resultados de hematologia causados pela HEMÓLISE:

• Contagem de eritrócitos = Diminuição
• Hematócrito = Diminuição
• Hemoglobina = Aumento
• CHCM = Aumento
• VCM = Diminuição
• PPT = Aumento

Alterações nos resultados de hematologia causadas pela LIPEMIA:

• Contagem de eritrócitos = Diminuição
• Hemoglobina = Aumento

ALTERAÇÕES CAUSADAS PELA HEMÓLISE E LIPEMIA NA BIOQUÍMICA

- Boas práticas na coleta e jejum são de extrema importância para um resultado fidedigno e confiável.

Alterações nos resultados causados pela HEMÓLISE:

• AST = Aumento
• ALT = Aumento
• LDH = Aumento
• CK = Aumento
• Amilase = Diminuição
• Lipase = Aumento
• PT = Aumento
• Albumina = Aumento
• Cálcio = Aumento

Alterações nos resultados causados pela LIPEMIA:

• AST = Aumento
• ALT = Aumento
• Amilase = Aumento
• Bilirrubina = Leve aumento
• Cálcio = Aumento
• CK = Aumento
• Fósforo = Aumento
• Glicose = Aumento
• LD = Aumento
• Lipase = Aumento

Passos básicos para colheita de sangue

• Verificar sempre, antes da coleta, a necessidade ou não de anticoagulante e o anticoagulante a ser utilizado
• Verificar sempre o volume recomendado de material, para realização de cada exame.
• Realizar assepsia local.
• Fazer garrote não demorado no vaso sangüíneo que será puncionado.
• Introduzir com firmeza a agulha na pele e depois no vaso sangüíneo. Devese tomar cuidado para não estourar a veia levando a formação de hematoma. Imediatamente após penetrar a agulha no vaso devese retirar o garrote e aspirar o sangue.
• Retirar a agulha e pressionar a região de coleta com algodão embebido em antiséptico.
• Retirar a tampa do frasco e a agulha da seringa. Escorrer delicadamente o sangue pela parede do tubo. Este procedimento evita a hemólise da amostra.
• A manipulação e o acondicionamento do sangue deverá ser de acordo com o tipo de exame solicitado.
• Realizar a identificação do material coletado com o nome do animal e do Méd. Veterinário solicitante.

A “ordem de coleta" recomendada segundo a NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory Standard), quando há necessidade de se coletar várias amostras de um mesmo paciente, durante uma mesma punção é a seguinte:

• Tubo para hemocultura (quando necessário)
• Tubo sem aditivo (soro)
• Tubo com citrato (para testes de coagulação)
• Tubo com heparina (para plasma)
• Tubo com EDTA (hematologia)
• Tubo com fluoreto de sódio (glicemia)

Passos básicos para colheita de urina

A colheita da urina pode ser realizada por:

• Micção espontânea (não recomendada)
• Sondagem
• Cistocentese: técnica mais indicada. Fazer tricotomia, apalpar a região, introduzir uma agulha de fino calibre (25 x 7) seringa 20 ml.
• Após o procedimento de colheita, a amostra deve ser acondicionada em frasco estéril e ao abrigo da luz. Manter refrigerado até o momento da análise (2° 8°C).
• Na colheita de cálculos urinários, estes devem ser mantidos em temperatura ambiente, não sendo necessário uso de conservantes.

Passos básicos para colheita de pele e pêlos

• Realizar antissepsia no local de colheita
• Raspar no limite da região afetada utilizando bisturi
• Raspado profundo até sangrar e espremendo o local quando a suspeita for de ácaros
• Raspar em áreas diferentes da pele
• Para micoses arrancar o pêlo com raiz
• O material do raspado para pesquisa de ectoparasito pode ser colocado em frasco ou envelope limpo e seco

Passos básicos para colheita de fezes

• As amostras de fezes devem ser colhidas a fresco e não expostas ao sol.
• É importante que sejam enviadas ao laboratório, em recipientes apropriados.
• Em caso de resultado negativo em suspeitas clínicas, recomendamos que sejam colhidas no mínimo 3 amostras, em dias alternados, pois os ovos são eliminados de forma intermitente nas fezes.
• Pequenos animais: coletar fezes imediatamente após a defecação, preferencialmente a porção que não entrou em contato com o solo
• Grandes animais: coletar diretamente do reto. Em caso de rebanho pode-se fazer o O.P.G (ovos por gramas de fezes) que é um exame apenas quantitativo. Neste caso, deve-se colher uma pequena amostra de alguns animais do mesmo lote e envia-las para o exame.
• Refrigerar imediatamente após a colheita (2-8°C).

Passos básicos para colheita de amostras para Bacteriologia

O exame bacteriológico pode ser realizado nos mais diversos materiais.

Deve-se colher a amostra diretamente da lesão.

O animal não deve estar em tratamento.

• Lesões profundas: realizar rigorosa antissepsia da região externa e puncionar com seringa e agulha.
• Fístulas e abscessos abertos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e espremer o material da profundidade, colhendo a secreção com "swab" ou seringa.
• Olhos: Não realizar antissepsia antes da colheita. Colher com swab.
• Ouvidos, Vagina: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com "swab".
• Sangue: Realizar tricotomia, antissepsia de pele, deixar secar. Se a coleta não for feita a vácuo proceder à desinfecção da tampa do frasco antes da inoculação de pelo menos 5 ml de sangue. Informar ao laboratório a suspeita diagnóstica. Os frascos para hemocultura devem ser solicitados ao laboratório antes da coleta.
• Urina: Para se fazer análise bacteriologia é importante que não haja nenhuma contaminação da amostra. Ideal que seja feita a colheita por cistocentese. A amostra deve ser acondicionada em frasco estéril e refrigerada.
• Fezes: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com swab retal

Passos básicos para colheita de amostras para Histopatologia

• Os tecidos devem ser acondicionados em frascos de boca larga, dependendo da quantidade do material.
• Para a histopatologia convencional o fixador mais comum é a solução aquosa de formalina, formol a 10% (1 parte de formol para 9 partes de água).
• Particularmente para o sistema nervoso, deve ser realizada a fixação em formol a 20% (1 parte de formol em 4 partes de água), para preservar melhor a integridade do órgão.

Passos básicos para colheita de amostras para Citologia

• Citologia Esfoliativa
• Remover as células mais superficiais da lesão através de esfoliação (raspagem), sendo indicada na avaliação de epitélios, para caracterizar exsudatos ou para visualização de agentes infecciosos e parasitários.
• Citologia por Decalque (imprint ou claps)
• Colher fragmento de 1-2 cm do órgão ou nódulo a ser examinado, tirar o excesso de sangue com um papel toalha e fazer a impressão em uma lâmina limpa.
• Deixar secar e fixar para enviar ao laboratório.
• Citologia por Esmagamento (squash)
• Colocar uma lâmina sobre a outra (contendo um fragmento de 2 mm do material a ser examinado), comprimindo-as e espalhando o material.
• Citologia Aspirativa por Agulha Fina ou Punção Aspirativa
• Usar seringa de 5, 10 ou 20 ml com agulha de diâmetro.
• Aspirar material representativo, colocar na lâmina e deslizar sobre outra.
• Fixar as 2 lâminas ao ar ou em álcool por 20 a 30 minutos e enviar ao laboratório em frasco porta-lâminas com histórico detalhado, técnica de colheita e de fixação.
• Colheita de fluídos sinovial, peritonial, pleural e líquor
• Colher o fluído com uma seringa plástica e passar cerca de 2 ml para o frasco de tampa vermelha e cerca de 2ml em frasco de tampa roxa. - Manter em geladeira (2-8°C).
• Realizar também um esfregaço fino (interrompido, sem cauda) e secá-lo ao ar, colocá-lo em porta lâmina e manter à temperatura ambiente.